Actividades hidrolíticas y caracterización isoenzimática de poblaciones microbianas aisladas del patrimonio documental del Archivo General de Colombia
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Resumen
Este trabajo presenta un modelo para el aislamiento y evaluación de microorganismos agentes deteriorantes del acervo documental. Se recuperaron e identificaron 28 aislamientos tanto de las unidades de conservación con biodeterioro como de la atmósfera del depósito 15 del Archivo General de la Nación de Colombia (AGN). De este grupo, 16 aislamientos microbianos mostraron capacidad hidrolítica sobre fibras vegetales cuando se cultivaron en medios con paredes celulares al 1% como única fuente de carbono. A las poblaciones microbianas recuperadas se les evaluó su capacidad para hidrolizar celulosa, xilano, almidón y proteínas, considerando los halos de degradación y el número de sustratos hidrolizados, se seleccionaron cuatro aislamientos: dos de Penicillium sp., uno de Bacillus sp. y uno de Actinopolyspora sp. A los aislamientos se les cuantificó las actividades depolimerasas y accesorias y se les determinó el perfil isoenzimático para celulasas y xilanasas. Los resultados sugieren: (i) los hongos filamentosos y actinomycetes son más eficientes en la degradación de polímeros complejos, (ii) posiblemente las poblaciones bacterianas actúan como colonizadores secundarios y (iii) el perfil isoenzimático permite descartar microorganismos saprófitos, de especializados en degradar soporte celulolítico.
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Referencias
2. Galiotou P, Kapantai M, Kalantzi O. Growth conditions of Aspergillus sp. ATHUM.3488 for polygalacturonase production. Applied Microbiology and Biotechnology 1997; 47: 425-9.
3. Somogy M. Notes on sugar determination. Journal of biological chemistry 1951; 160: 61-7.
4. Lynd L., Weimer PI, Van Zyl W, Pretorius I. Microbial cellulose utilization: fundamentals and biotechnology. Microbiology and Molecular Biology. Reviews 2002; 66 (3): 506-77.
5. Mackenzie CR, Williams RE. Detection of cellulase and xylanase activity in isoelectric-focused gels using agar substrate gels supported on plastic films. Can. J. Microbiol 1984; 30: 1522-5.
6. Mikán JF, Castellanos D. Screening para el aislamiento y caracterización de microorganismos y enzimas parcialmente útiles para la degradación de celulosas y hemicelulosas. Revista Colombiana de Biotecnología. 2004; 6 (1): 58-71.
7. Simonet JE. Recomendaciones para la edificación de Archivos. Archivo General de la Nación. Sistema Nacional de Archivos; 1996. 58p.
8. Singh A, Hayashi K. Microbial Cellulases: protein architecture, molecular properties, and biosynthesis. Advances in Applied Microbiology 1995; 40: 1-44.
9. Kluepfel D. Screning of prokaryotes for cellulose and hemicellulose degrading enzymes. Methods in Enzymology
1988; 160: 180-7.
10. Stoschek CM. Increased uniformity in the response of the Coomasie Blue G protein assay to different proteins. Analytical Biochemistry 1990; 184:111-16
11. Sunna A, Antrainikian G. Xilanolitic enzymes from fungi and bacteria. Critical Reviews in Biotechnology 1997; 17 (1): 39- 67.
12. Vaillant M. Microbiología aplicada a la restauración de bienes muebles. Bogotá; Universidad Externado de Colombia: 1999. 43p.
13. Williams ST. Streptomyces in Biodeterioration-their relevance, detection and identification. International Biodeterioration and Biodegradation 1985; 21: 201-9.
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