Comparación de la viabilidad y crecimiento en cultivo de células madre adultas obtenidas de tejido adiposo pre y post congelamiento

Comparison of the viability and growth in stem cell culture obtained from adipose tissue (ADAS) pre and post freeze

Objetivo. Comparar viabilidad, crecimiento en cultivo, fenotipo y diferenciación a linaje osteogénico de ADAS (Adipose-Derived Adult Stem Cells) pre y post congelamiento. Método. Se obtuvieron muestras de TA de individuos sanos que fueron sometidos a liposucción, con posterior digestión enzimática con Colagenasa I. La fracción vascular estromal (FVE) obtenida fue dividida equitativamente en dos fracciones una de las cuales fue criopreservada y almacenada a -196°C y la otra cultivada hasta pase uno antes de ser criopreservada. Ambas fracciones fueron criopreservadas en cámara de congelamiento automatizada utilizando dos soluciones de congelamiento: (A) Dimetilsulfóxido (DMSO)/Dextrano40/albúmina sérica humana (HSA) y (B) DMSO/HESSICO/HSA, mantenidas 3 meses a -196°C y descongeladas con buffer fosfato salino (PBS)/HSA/HESSICO. Posterior a su descongelamiento fueron sometidas a cultivo, recuento, viabilidad celular, fenotipificación y potencial osteogénico. Resultados. Las células congeladas con la solución crioprotectora DMSO/Dextrano40/HSA y con un cultivo previo al congelamiento, presentaban porcentajes de viabilidad más altos y alcanzaban confluencia del 80% en cultivo en menos tiempo. Las muestras expandidas no presentaron diferencias en el fenotipo por citometría de flujo y mostraron diferenciación a linaje osteogénico.

1. Gimble, J.M., Guilak, F. Adipose-derived adult stem cells: Isolation, characterization, and differentiation potential. Cytotherapy. 2003; 5 (5): 362-369.
2. Jezierska-Wozniak K, Nosarzewska D, Tutas A, Mikolajczyk A, Oklinski MK.: Use of adipose tissue as a source of mesenchymal stem cells. Postepy Hig Med Dosw (online). 2010; 27(64):326.
3. Patricia A. Zuk et al. Human Adipose Tissue Is a Source of Multipotent Stem Cells. Molecular Biology of the Cell. 2002; 13(12):4279–4295.
4. Pineda Molina C, Londoño Peláez C. Obtención de células madre del tejido adiposo y su potencial de diferenciación osteogénico. Rev Ing Bioméd. 2009; 3(5): 58-65.
5. Strem BM et al. Multipotential differentiation of adipose tissue-derived stem cells. Keio J Med. 2005; 54(3):132-41.
6. Planas Ribó, J., Coronel Gagliardi, R. Obtención y criopreservación de células madre del tejido graso mediante liposucción. Cir.plást. iberolatinoam. 2011; 37(4):319- 324.
7. Ávila-Portillo, L. M., Madero, J. I., López, C., León, M. F., Acosta, L., Gómez, C., Delgado, L. G., Gómez, C. J., Lozano, M., Reguero, M. T. Fundamentos de Criopreservación. Revista Colombiana de Obstetricia y Ginecología.2006; 57 (4): 291-300. 8. Sreedhar Thirumala, Jeffrey M. Gimble, Ram V. Evaluation of Methylcellulose and Dimethyl Sulfoxide as the Cryoprotectants in a Serum Free Freezing Media for Cryopreservation of Adipose-Derived Adult Stem Cells. Devireddy Stem Cells Dev. 2010l; 19(4): 513–522.
8. Rodríguez G. L. Reconstitución de productos hematopoyéticos criopreservados: control de calidad, estabilidad osmótica y lavado de DMSO. Universidad Autónoma de Barcelona. Trabajo de Tesis.
9. Complexo Hospitalario Universitario de Santiago. Servicio de Farmacología Clínica. Expansores plasmáticos. Boletín de información terapéutica. 2002; 1:13.
10. Lee L.Q. Pu. Cryopreservation of adipose tissue. Organogenesis. 2009; 5(3): 138-142.
11. Dominici M, Le Blanc K, Mueller I, et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2006; 8(4):315-317.
12. Peng, L., Jia, Z., Yin, X., Zhang, X., Liu, Y., Chen, P., & Zhou, C. Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, cartilage, and adipose tissue. Stem cells and development. 2008; 17(4): 761-774.
13. Muñoz C.M. Comparación del número viable y fenotipo de células madre mesenquimales de tejido adiposo por método de liposucción convencional y método de liposucción por ultrasonido (Vaser®). [Trabajo de grado]. Colombia (BOG): Pontificia Universidad Javeriana; 2009.
14. García T. y Abdelnour A. Crioconservación de Ápices y semillas de cedro (Cedrela odorata L.) mediante las técnicas de vitrificación y deshidratación. Agron. Costarricense [online]. 2013;37: 113-126.
15. Takagi H. Recent developments in cryopreservation of shoot apices of tropical species, Cryopreservation of Tropical Germplasm Current Research Progress and Application. IPGRI. Rome, Italy. 2000: 178-191, citado por García T. y Abdelnour A. Crioconservación de Ápices y semillas de cedro (Cedrela odorata L.) mediante las técnicas de vitrificación y deshidratación. Agron. Costarricense [online]. 2013;37(1):113-126.
16. Arévalo J. y Paéz D. Cultivo de células madre mesenquimales a partir de sangre de cordón umbilical y médula ósea [Trabajo de grado]. Colombia (BOG): Pontificia Universidad Javeriana; 2007:88p.
17. Fuentes Lacouture MF. Optimización del sistema de cultivo y caracterización de células madre mesenquimales obtenidas a partir de médula ósea humana [Trabajo de grado]. Colombia (BOG): Pontificia Universidad Javeriana; 2008. 83 p.
18. Peter Mark, Mandy Kleinsorge, Ralf Gaebel, et al., “Human Mesenchymal Stem Cells Display Reduced Expression of CD105 after Culture in Serum-Free Medium,” Stem Cells International, 2013, Article ID 698076, 8 pages, 2013. doi:10.1155/2013/698076
19. Linero I. M., Doncel A., Chaparro O. Proliferación y diferenciación osteogénica de células madre mesenquimales en hidrogeles de plasma sanguíneo humano. Biomédica. 2014; 34:67-78.
20. ==========================================
21. DOI: http://dx.doi.org/10.22490/24629448.1714