Determinación de factores de adhesión asociados a la formación de biopelícula en aislamientos clínicos de Staphylococcus aureus y Staphylococcus epidermidis
Artículo barra lateral
PDF
FLIP
XML
Sección: Artículo Original
Cómo citar
Pinilla, G., Bautista, A., Cruz, C., Chavarro, B., Navarrete, J., Muñoz, L., & Gutiérrez, J. (2017). Determinación de factores de adhesión asociados a la formación de biopelícula en aislamientos clínicos de Staphylococcus aureus y Staphylococcus epidermidis. NOVA, 15(27), 67 - 75. https://doi.org/10.22490/24629448.1959
Formatos de citación
Contenido principal del artículo
Autores
Gladys Pinilla
Angela Bautista
Claudia Cruz
Bibiana Chavarro
Jeannette Navarrete
Liliana Muñoz
Jennifer Gutiérrez
Resumen
Los factores de adhesión son determinantes de virulencia que se expresan en microorganismos que tienen la capacidad de formar biopelícula, contribuyendo a la gravedad de infecciones intrahospitalarias. Dentro de estos componentes de la superficie microbiana que reconocen moléculas de adhesión de matriz conocidas como MSCRAMMs, se incluyen el factor de unión a fibronectina A y B, (FnbA y B) factor de aglutinación A y B (ClfA y B) y factor de unión a fibrinógeno (Fib), que se han descrito en Staphylococcus aureus y reaccionan con proteínas de la matriz extracelular humana. El objetivo de este estudio fue determinar la presencia de estos factores de adhesión relacionados con la formación de biopelicula en Staphylococcus. Método. Se caracterizaron fenotípica y genotípicamente 30 aislamientos clínicos de Staphylococcus aureus y Staphylococcus epidermidis, provenientes de pacientes inmunocomprometidos en tres instituciones hospitalarias de Bogotá. La producción de Biopelícula se determinó mediante Rojo Congo y Cristal violeta y mediante PCR convencional y múltiplex se amplificaron los genes FnbA y B, ClfA y B y Fib, así como los genes del operón ica ADBC. Resultados. Todos los aislamientos clínicos fueron positivos genotípica y fenotípicamente para la producción de Biopelícula, encontrándose la presencia del operón completo en el 88.9%, los factores ClfA y ClfB en un 70%; Fib en un 60%, FnbB en un 23% y FnbA en el 17%. Conclusiónes. En este estudio se evidenció la presencia de estos factores de virulencia en S. pidermidis, los cuáles hasta el momento se han reportado únicamente en S.aureus. Este hallazgo es importante ya que se sugiere la relación con transferencia horizontal de genes entre estas especies, siendo el S. epidermidis un importante reservorio genético, y un importante patobionte causal de infecciones nosocomiales, asociado con dispositivos médicos.
Detalles del artículo
Licencia
NOVA por http://www.unicolmayor.edu.co/publicaciones/index.php/nova se distribuye bajo una Licencia Creative Commons Atribución-NoComercial-SinDerivar 4.0 Internacional.
Así mismo, los autores mantienen sus derechos de propiedad intelectual sobre los artículos.
Referencias
Betancourth M, Botero J, Patricia S. Biopelículas: una comunidad microscópica en desarrollo. Colombia médica 2004; 35(1):34-39.
Henríquez D, Leal A. Resultados del proyecto: “Impacto clínico y económico de la resistencia bacteriana en hospitales del distrito”. Boletín informativo grupo GREBO 2007: Disponible en http://grebo.org/grebo_site/jgrebo/documentos/Boletin%20Informativo%20No%20S1%202010.pdf
Herrera M. El papel del biofilm en el proceso infeccioso y la resistencia. Nova 2004; 2:71-80.
Costerton J, Stewart P, Greenberg E. Bacterial Biofilms: a common cause of persistent infection. Science 1999; 284:1318- 1322.
Granger J. La placa dental como biofilm ¿cómo eliminarla? RCOE 2005; 10: 431-439.
Heukelekian H, Heller A. Relation between food concentration and surface for bacterial growth. J Bacteriol 1940; 40:4 547-558.
Costerton J, Geesey G and Cheng J. How Bacteria Stick. Scientific American 1978; 238 86-95
Arciola C, Campoccia D, Ravaioli S, Montanaro L. Polysaccharide intercellular adhesin in biofilm: structural and regulatory aspects. Front Cell Infect Microbiol. 2015; 5:7
Heilmann C, Schweitzer O, Gerke C, et al. Molecular basis of intercellular adhesion in the biofilm-forming Staphylococcus epidermidis. Mol Microbiol. 1996; 20: 1083-1091.
Walsh EJ, Miajlovic H, Gorkun OV, Foster TJ. Identification of the Staphylococcus aureus SCRAMM clumping factor B (ClfB) binding site in the alpha C-domain of human fibrinogen. Microbiology 2008; 154:550-8.
Ganesh VK, Barbu EM, Deivanayagam CC, et al. Structural and biochemical characterization of Staphylococcus aureus clumping factor B/ligand interactions. J Biol Chem 2011; 286:25963-72.
Vengadesan K, Sthanam N. Structural biology of Gram- positive bacterial adhesins. Protein Sci. 2011; 20: 759-772.
Dowd S, Sun Y, Secor P, et al. Survey of bacterial diversity in chronic wounds using pyrosequencing, DGGE, and full ribosome shotgun sequencing. BMC Microbiol 2008; 8 (1):43.
Stoodley P, Sauser K, Davies D.G, and Costerton W. Biofilms as complex differentiated communities. Annu Rev Microbiol. 2002; 56: 187-209.
Flemming H, Neu T and Wozniak D. The EPS matrix: the “house of biofilm cells”. J Bacteriol. 007; 189: 7945-47.
Rice K, Mann E, Endres J, et al. The cidA murein hydrolase regulator contributes to DNA release and biofilm development in Staphylococcus aureus. Proc Natl Acad Sci USA 2007;104:8113-18.
Freeman DJ, Falkiner FR, Keane CT. New method for detecting slime production by coagulase negative staphylococci. J Clin Pathol. 1989 Aug;42(8):872-4.
Christensen GD, Simpson W a., Younger JJ, Baddour LM, Barrett FF, Melton DM, et al. Adherence of coagulase-negative staphylococci to plastic tissue culture plates: A quantitative model for the adherence of staphylococci to medical devices. J Clin Microbiol. 1985;22(6):996–1006.).
Tristan A, Ying L, Bes M, Etienne J, Vandenesch F, Lina G . Use of multiplex PCR to identify Staphylococcus aureus adhesins involved in human hematogenous infections. J Clin Microbiol, 2003. 41(9): p. 4465-7.
Méric G, Miragaia M, de Been M, et al. Ecological Overlap and Horizontal Gene Transfer in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis. Genome Biol Evol. 2015; 7(5):1313-
Herman-Bausier P, Dufrêne YF. Atomic force microscopy reveals a dual collagen-binding activity for the staphylococcal surface protein SdrF. Mol Microbiol. 2016 Feb;99(3):611-21.
doi: 10.1111/mmi.13254
Christensen GD, Bisno AL, Simpson WA, Beachey EH. Adherence of slime-producing strains of Staphylococcus epidermidis to. Infect Immun, 1982: 37: 318-26.
Vernachio JH, Bayer AS, Ames B, et al. Human Immunoglobulin G Recognizing Fibrinogen-Binding Surface Proteins Is Protective against both Staphylococcus aureus and Staphylococcus
epidermidis Infections In Vivo. Antimicrob Agents Chemother. 2006; 50(2):511-518
O’Connell D.P., Nanavathy,T., McDevitt,D., Gurusiddappa, S., Höök,M. and Foster,T.J. The fibrinogen-binding MSCRAMM (clumping factor) of Staphylococcus aureus has a Ca2+-dependent inhibitory site. J. Biol. Chem 1998; 273: 6821–6829.
Geoghegan JA, Monk IR, O’Gara JP, Foster TJ. Subdomains N2N3 of Fibronectin Binding Protein A Mediate Staphylococcus aureus Biofilm Formation and Adherence to Fibrinogen Using Distinct Mechanisms. Journal of Bacteriology. 2013; 195(11):2675-2683.
O’Neill E, Pozzi C, Houston P, et al. A Novel Staphylococcus aureus Biofilm Phenotype Mediated by the Fibronectin-Binding Proteins, FnBPA and FnBPB J Bacteriol. 2008;190(11):3835- 3850.
Campoccia D, Montanaro L, Arciola C R. The significance of infection related to orthopedic devices and issues of antibiotic resistance. Biomaterials 2006; 27 (11): 2331-9.
Pinilla, G., Muñoz, L., Navarrete, J., Castro, B., Chavarro, B., Avila, L. Transferencia de genes de resistencia en aislamientos clínicos de Staphylococcus spp: Integrones Clase I en ADN plasmídico y cromosomal. En: Memorias: Congreso Latinoamericano de Microbiología (XXI ALAM); Santos Brasil; 2012. p.66-67.
Pinilla, G., Muñoz, L., Navarrete, J., Salazar L Diseño de Péptidos con actividad analoga al represor IcaR de Staphylococcus spp. formador de biopelícula, Revista Colombiana de Química.
Universidad Nacional. Vol 44 No. 2 2015 pp. 5-9 El DOI asignado para este artículo es http://dx.doi.org/10.15446/rev.colomb.quim.v44n2.55213
Muñoz, L., Salazar, LM:, Botero S., Navarrete J., Pinilla G. Possible antibiofilm effect of peptides derived IcaR repressor of Staphylococcus epidermidis Responsible for Hospital acquires
sepsis. Advances in Computacional Biology. 2014, 232:91-95
Pinilla, G., Muñoz, L., Navarrete, J., Chavarro, B., Salazar L. Molecular Characterization of Clinical Isolates of Staphylococcus spp. For Design of antibiofilm peptides as a possible alternative
therapy. 2014 abstract 114th American Society of Microbiology en Boston Massachusetts. Disponible en: http://app.coreapps.com/tristar_asm2014/abstract/ff4e29439dd7a-
dd90c3c98dff692
Rojas J, Urrutia J. Formación de Biopelícula en Staphylococcus spp: caracterización fenotípica y genotípica [Tesis de pregrado]. Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca. 2014
Otto M. Staphylococcus epidermidis – the “accidental” pathogen. Nat Rev Microbiol. 2009; 7(8):555-567
Büttner H, Mack D, Rohde H. Structural basis of Staphylococcus epidermidis biofilm formation: mechanisms and molecular interactions. Front Cell Infect Microbiol. 2015; 5:14
Chavarro B, Pinilla G, Castro B, Yomayusa N, Moreno JE, Escobar JA, Vanegas N. Determinación de la presencia y transcripción de factores de virulencia en aislamientos colombianos de Staphylococcus aureus resistente a meticilina adquirido en la comunidad. Infectio. 2010;14(S1)80.
Méric G, Miragaia M, de Been M, et al. Ecological Overlap and Horizontal Gene Transfer in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis. Genome Biol Evol. 2015; 7(5):1313-
McCrea W, Hartford Orla, et al. The serine- aspartate (Sdr) protein family in Staphylococcus epidermidis. Microbiology. 2000; 146: 1535-1546.
Davis S.L., Gurusiddappa,S., McCrea,K.W., Perkins,S. and Höök,M. SdrG, a fibrinogen-binding bacterial adhesin of the MSCRAMM subfamily of the Staphylococcus epidermis, targets the thrombin cleavage site in the β chain. J. Biol. Chem.2001, 276: 27799–27805.
Savage VJ, Chopra I, O’Neill AJ. Staphylococcus aureus Biofilms Promote Horizontal Transfer of Antibiotic Resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2013; 57(4):1968-1970.
Pontes C, Alves M, Santos C, Ribeiro MH, Gonçalves L, Bettencourt AF, Ribeiro IA Can Sophorolipids prevent biofilm formation on silicone catheter tubes? Int J Pharm. 2016; 513
(1-2):697-708.
Pedroso SH, Sandes SH, Luiz KC, Dias RS, Filho RA, Serufo JC, Farias LM, Carvalho MA, Bomfim MR, Santos SG. Biofilm and toxin profile: A phenotypic and genotypic characterization of coagulase-negative staphylococci isolated from human bloodstream infections. Microb Pathog.
;100:312-318. doi: 10.1016/j.micpath.2016.10.005.
Desroche N, Dropet C, Janod P, Guzzo J. Antibacterial properties and reduction of MRSA biofilm with a dressing combining polyabsorbent fibres and a silver matrix. J Wound Care.2016; 25(10):577-584.
Galvez, Z. Y. A. and V. E. M. Burbano. Bacillus: género bacteriano que demuestra ser un importante solubilizador de fosfato. NOVA Publicación en Ciencias Biomédicas. 2015; 12(22):
-177.
Corrales, L. C., et al. Bacterias anaerobias: procesos que realizan y contribuyen a la sostenibilidad de la vida en el planeta. 2015; Nova 13(24): 55-82.
Rodríguez, O. E., Andrade, W. A., Díaz, F. E., & Moncada, B. Actividad antimicrobiana de líquenes de la cuenca alta del rio Bogotá. 2015; Nova, 13(23).
DOI: http://dx.doi.org/10.22490/24629448.1959
Henríquez D, Leal A. Resultados del proyecto: “Impacto clínico y económico de la resistencia bacteriana en hospitales del distrito”. Boletín informativo grupo GREBO 2007: Disponible en http://grebo.org/grebo_site/jgrebo/documentos/Boletin%20Informativo%20No%20S1%202010.pdf
Herrera M. El papel del biofilm en el proceso infeccioso y la resistencia. Nova 2004; 2:71-80.
Costerton J, Stewart P, Greenberg E. Bacterial Biofilms: a common cause of persistent infection. Science 1999; 284:1318- 1322.
Granger J. La placa dental como biofilm ¿cómo eliminarla? RCOE 2005; 10: 431-439.
Heukelekian H, Heller A. Relation between food concentration and surface for bacterial growth. J Bacteriol 1940; 40:4 547-558.
Costerton J, Geesey G and Cheng J. How Bacteria Stick. Scientific American 1978; 238 86-95
Arciola C, Campoccia D, Ravaioli S, Montanaro L. Polysaccharide intercellular adhesin in biofilm: structural and regulatory aspects. Front Cell Infect Microbiol. 2015; 5:7
Heilmann C, Schweitzer O, Gerke C, et al. Molecular basis of intercellular adhesion in the biofilm-forming Staphylococcus epidermidis. Mol Microbiol. 1996; 20: 1083-1091.
Walsh EJ, Miajlovic H, Gorkun OV, Foster TJ. Identification of the Staphylococcus aureus SCRAMM clumping factor B (ClfB) binding site in the alpha C-domain of human fibrinogen. Microbiology 2008; 154:550-8.
Ganesh VK, Barbu EM, Deivanayagam CC, et al. Structural and biochemical characterization of Staphylococcus aureus clumping factor B/ligand interactions. J Biol Chem 2011; 286:25963-72.
Vengadesan K, Sthanam N. Structural biology of Gram- positive bacterial adhesins. Protein Sci. 2011; 20: 759-772.
Dowd S, Sun Y, Secor P, et al. Survey of bacterial diversity in chronic wounds using pyrosequencing, DGGE, and full ribosome shotgun sequencing. BMC Microbiol 2008; 8 (1):43.
Stoodley P, Sauser K, Davies D.G, and Costerton W. Biofilms as complex differentiated communities. Annu Rev Microbiol. 2002; 56: 187-209.
Flemming H, Neu T and Wozniak D. The EPS matrix: the “house of biofilm cells”. J Bacteriol. 007; 189: 7945-47.
Rice K, Mann E, Endres J, et al. The cidA murein hydrolase regulator contributes to DNA release and biofilm development in Staphylococcus aureus. Proc Natl Acad Sci USA 2007;104:8113-18.
Freeman DJ, Falkiner FR, Keane CT. New method for detecting slime production by coagulase negative staphylococci. J Clin Pathol. 1989 Aug;42(8):872-4.
Christensen GD, Simpson W a., Younger JJ, Baddour LM, Barrett FF, Melton DM, et al. Adherence of coagulase-negative staphylococci to plastic tissue culture plates: A quantitative model for the adherence of staphylococci to medical devices. J Clin Microbiol. 1985;22(6):996–1006.).
Tristan A, Ying L, Bes M, Etienne J, Vandenesch F, Lina G . Use of multiplex PCR to identify Staphylococcus aureus adhesins involved in human hematogenous infections. J Clin Microbiol, 2003. 41(9): p. 4465-7.
Méric G, Miragaia M, de Been M, et al. Ecological Overlap and Horizontal Gene Transfer in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis. Genome Biol Evol. 2015; 7(5):1313-
Herman-Bausier P, Dufrêne YF. Atomic force microscopy reveals a dual collagen-binding activity for the staphylococcal surface protein SdrF. Mol Microbiol. 2016 Feb;99(3):611-21.
doi: 10.1111/mmi.13254
Christensen GD, Bisno AL, Simpson WA, Beachey EH. Adherence of slime-producing strains of Staphylococcus epidermidis to. Infect Immun, 1982: 37: 318-26.
Vernachio JH, Bayer AS, Ames B, et al. Human Immunoglobulin G Recognizing Fibrinogen-Binding Surface Proteins Is Protective against both Staphylococcus aureus and Staphylococcus
epidermidis Infections In Vivo. Antimicrob Agents Chemother. 2006; 50(2):511-518
O’Connell D.P., Nanavathy,T., McDevitt,D., Gurusiddappa, S., Höök,M. and Foster,T.J. The fibrinogen-binding MSCRAMM (clumping factor) of Staphylococcus aureus has a Ca2+-dependent inhibitory site. J. Biol. Chem 1998; 273: 6821–6829.
Geoghegan JA, Monk IR, O’Gara JP, Foster TJ. Subdomains N2N3 of Fibronectin Binding Protein A Mediate Staphylococcus aureus Biofilm Formation and Adherence to Fibrinogen Using Distinct Mechanisms. Journal of Bacteriology. 2013; 195(11):2675-2683.
O’Neill E, Pozzi C, Houston P, et al. A Novel Staphylococcus aureus Biofilm Phenotype Mediated by the Fibronectin-Binding Proteins, FnBPA and FnBPB J Bacteriol. 2008;190(11):3835- 3850.
Campoccia D, Montanaro L, Arciola C R. The significance of infection related to orthopedic devices and issues of antibiotic resistance. Biomaterials 2006; 27 (11): 2331-9.
Pinilla, G., Muñoz, L., Navarrete, J., Castro, B., Chavarro, B., Avila, L. Transferencia de genes de resistencia en aislamientos clínicos de Staphylococcus spp: Integrones Clase I en ADN plasmídico y cromosomal. En: Memorias: Congreso Latinoamericano de Microbiología (XXI ALAM); Santos Brasil; 2012. p.66-67.
Pinilla, G., Muñoz, L., Navarrete, J., Salazar L Diseño de Péptidos con actividad analoga al represor IcaR de Staphylococcus spp. formador de biopelícula, Revista Colombiana de Química.
Universidad Nacional. Vol 44 No. 2 2015 pp. 5-9 El DOI asignado para este artículo es http://dx.doi.org/10.15446/rev.colomb.quim.v44n2.55213
Muñoz, L., Salazar, LM:, Botero S., Navarrete J., Pinilla G. Possible antibiofilm effect of peptides derived IcaR repressor of Staphylococcus epidermidis Responsible for Hospital acquires
sepsis. Advances in Computacional Biology. 2014, 232:91-95
Pinilla, G., Muñoz, L., Navarrete, J., Chavarro, B., Salazar L. Molecular Characterization of Clinical Isolates of Staphylococcus spp. For Design of antibiofilm peptides as a possible alternative
therapy. 2014 abstract 114th American Society of Microbiology en Boston Massachusetts. Disponible en: http://app.coreapps.com/tristar_asm2014/abstract/ff4e29439dd7a-
dd90c3c98dff692
Rojas J, Urrutia J. Formación de Biopelícula en Staphylococcus spp: caracterización fenotípica y genotípica [Tesis de pregrado]. Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca. 2014
Otto M. Staphylococcus epidermidis – the “accidental” pathogen. Nat Rev Microbiol. 2009; 7(8):555-567
Büttner H, Mack D, Rohde H. Structural basis of Staphylococcus epidermidis biofilm formation: mechanisms and molecular interactions. Front Cell Infect Microbiol. 2015; 5:14
Chavarro B, Pinilla G, Castro B, Yomayusa N, Moreno JE, Escobar JA, Vanegas N. Determinación de la presencia y transcripción de factores de virulencia en aislamientos colombianos de Staphylococcus aureus resistente a meticilina adquirido en la comunidad. Infectio. 2010;14(S1)80.
Méric G, Miragaia M, de Been M, et al. Ecological Overlap and Horizontal Gene Transfer in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis. Genome Biol Evol. 2015; 7(5):1313-
McCrea W, Hartford Orla, et al. The serine- aspartate (Sdr) protein family in Staphylococcus epidermidis. Microbiology. 2000; 146: 1535-1546.
Davis S.L., Gurusiddappa,S., McCrea,K.W., Perkins,S. and Höök,M. SdrG, a fibrinogen-binding bacterial adhesin of the MSCRAMM subfamily of the Staphylococcus epidermis, targets the thrombin cleavage site in the β chain. J. Biol. Chem.2001, 276: 27799–27805.
Savage VJ, Chopra I, O’Neill AJ. Staphylococcus aureus Biofilms Promote Horizontal Transfer of Antibiotic Resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2013; 57(4):1968-1970.
Pontes C, Alves M, Santos C, Ribeiro MH, Gonçalves L, Bettencourt AF, Ribeiro IA Can Sophorolipids prevent biofilm formation on silicone catheter tubes? Int J Pharm. 2016; 513
(1-2):697-708.
Pedroso SH, Sandes SH, Luiz KC, Dias RS, Filho RA, Serufo JC, Farias LM, Carvalho MA, Bomfim MR, Santos SG. Biofilm and toxin profile: A phenotypic and genotypic characterization of coagulase-negative staphylococci isolated from human bloodstream infections. Microb Pathog.
;100:312-318. doi: 10.1016/j.micpath.2016.10.005.
Desroche N, Dropet C, Janod P, Guzzo J. Antibacterial properties and reduction of MRSA biofilm with a dressing combining polyabsorbent fibres and a silver matrix. J Wound Care.2016; 25(10):577-584.
Galvez, Z. Y. A. and V. E. M. Burbano. Bacillus: género bacteriano que demuestra ser un importante solubilizador de fosfato. NOVA Publicación en Ciencias Biomédicas. 2015; 12(22):
-177.
Corrales, L. C., et al. Bacterias anaerobias: procesos que realizan y contribuyen a la sostenibilidad de la vida en el planeta. 2015; Nova 13(24): 55-82.
Rodríguez, O. E., Andrade, W. A., Díaz, F. E., & Moncada, B. Actividad antimicrobiana de líquenes de la cuenca alta del rio Bogotá. 2015; Nova, 13(23).
DOI: http://dx.doi.org/10.22490/24629448.1959
Descargas
La descarga de datos todavía no está disponible.
Horario: Lunes a Viernes: 8:00 a.m. a 5:00 p.m
